Coloração de Gram passo a passo

Coloração de Gram passo a passo

A coloração de Gram tem como finalidade colorar os micro-organismos para diferenciá-los através de cores quando observados através do microscópio óptico. Sabe por que esta técnica recebeu este nome? Acertou quem se lembrou do médico dinamarquês Hans Cristian Joaquim Gram.

Hans Cristian Joaquim Gram

Hans Cristian Joaquim Gram

Como, quando e quem descobriu a coloração de Gram?

Aconteceu em 1884, quando Hans Gram observou que as bactérias, depois de serem corantes diferentes, adquiriam cores e assim se diferenciavam. Através do banho de corantes, algumas bactérias se coraram de roxo, e foram denominadas de bactérias Gram positivas. Outras bactérias se coraram de vermelho, e foram denominadas bactérias Gram negativas.

Para que serve a coloração ou técnica de Gram?

Muitas descobertas da ciência, até mesmo as que ocorreram por acidente, ajudaram muito na saúde das pessoas. A descoberta de Hans hoje em dia, é fundamental para a taxonomia (ciência que classifica os seres vivos) e se você perguntar a um microbiologista qual a importância da coloração de Gram, certamente responderá que sem ela seria impossível diferenciar determinadas bactérias.

(taxonomia: é a ciência que classifica os seres vivos, ela estabelece critérios para classificar todos os animais e plantas sobre a Terra em grupos de acordo com as características fisiológicas, evolutivas e anatômicas e ecológicas de cada animal ou grupo).

Fixação da Bactéria – A fixação das bactérias para a coloração é uma etapa muito importante, pois sem sucesso, todo o trabalho será perdido. Preste atenção nas imagens, pois estão bem detalhadas.

Coloração de Gram passo a passo

preparação da lâmina

Coloração de Gram – preparação da lâmina

1. Preparação da lâmina com a fixação do esfregaço.

Coloração de Gram

Coloração de Gram – aplicação da violeta genciana

2. Cobrir o esfregaço com violeta de genciana por 1 minuto.

Coloração de Gram

Coloração de Gram – as células absorvem a solução

3. As células absorvem a solução e ficam coradas de púrpura.

Coloração de Gram

Coloração de Gram – inundar com solução de iodo

4. Aplicar a solução de iodo (mordente) por 1 minuto.

Coloração de Gram

Coloração de Gram – as células ficam azuis escuras

5. As células ficam azul escuras depois de aplicada a solução.

Coloração de Gram

Coloração de Gram – lavar com agente descorante

6. Lavar com agente descorante (álcool absoluto) por aproximadamente 15 segundos.

Coloração de Gram

Coloração de Gram – células Gram-positivas azuis e Gram-negativas sem cor

7. As células gram-positivas ficam azuis escuras e as gram-negativas ficam sem cor.

Coloração de Gram

Coloração de Gram – aplicação de safranina

8. Aplicação de agente contrastante safranina por 30 segundos.

Coloração de Gram

Coloração de Gram – Gram-positivas azuis e Gram-negativas vermelhas

9. As células gram-positivas (G+) ficam azuis escuras e as gram-negativas (G-) ficam róseas ou vermelhas.

Coloração de Gram

Coloração de Gram – observação no microscópio

10. Observação no microscópio.

As melhores colorações de Gram são alcançadas com preparações de culturas jovens, não mais do que 24 horas de sua coleta. A idade das culturas, principalmente das células Gram positivas, influencia a coloração, pois estes organismos tendem a perder a capacidade de reter o corante inicial e podem variar na coloração de Gram.

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Observação de células da mucosa bucal no microscópio

Observação de células da mucosa bucal no microscópio

Introdução

A observação de células da mucosa bucal no microscópio óptico em sala de aula é uma pratica simples, mas que permite conhecer com maior clareza a organização celular básica: membrana, citoplasma e núcleo. O objetivo do experimento é permitir aos alunos a observação de células da mucosa bucal.

Os conhecimentos sobre as células progridem paralelamente ao aperfeiçoamento dos métodos de investigação. O microscópio óptico, também chamado microscópio de luz, possibilitou o descobrimento das células. Com os avanços tecnológicos, já existem diversos estudos que demonstram de forma completa a composição celular.

O estudo microscópico de células vivas é possível, mas existe mais vantagens em se obter lâminas nas quais as células ficam preservadas, fixadas e coradas, para melhor demonstração dos seus componentes. Um preparado permanente ideal deveria mostrar as células com a mesma estrutura microscópica e composição química que possuíam quando vivas. Isso, entretanto, não é possível e todos os preparados apresentam componentes que são alterações produzidas nas células pelas técnicas fixação utilizadas.

Materiais Utilizados:

observação de saliva - materiais

observação de saliva – materiais

a. Microscópico Óptico;
b. Pinça;
c. Lápis;
d. Lâmina;
e. Lamínula;
f. Swab;
g. Becker;
h. Álcool 70%;
i. Papel Filtro;
j. Corante (azul de metileno);
k. Material-Amostra da Mucosa Bucal.

Experiência

observação de saliva 01

Raspar levemente com um swab a parte interna da bochecha

observação de saliva 02

fazer um esfregaço espalhando sobre a lâmina o material raspado da bochecha.

observação de saliva 03

fixar o material mergulhando a lâmina em álcool 70%

observação de saliva 04

retirar a lâmina e retirar o excesso do álcool em um pedaço de papel filtro

observação de saliva 05

na lâmina pingar sobre o esfregaço o azul de metileno

observação de saliva 06

remover o excesso de azul de metileno com água

observação de saliva 07

pingar com o conta gotas uma gota de água sobre o esfregaço

observação de saliva 08

cobrir a preparação com uma lamínula

observação de saliva 09

retirar as bolhas de ar com auxílio da pinça

observação de saliva 10

retirar o excesso de líquido com papel filtro

observação de saliva 11

observar no microscópio e fazer um desenho das células

A experiência realizada é a coleta do material da mucosa bucal, o material é coletado com o swab e colocado em uma lâmina de vidro adicionando-se o corante (azul de metileno) o material da amostra presente na lâmina preso por uma lamínula de vidro; Posicionando-se a lâmina no microscópio óptico observa-se o material com a objetiva de 4x de aumento, depois observa-se o material com a objetiva de 10x de aumento e 40x de aumento.

Resultados

No experimento realizado observaram-se as células da mucosa bucal;
O material que encontra-se espalhado na lâmina, porém consegue-se observar com nitidez a célula da mucosa bucal com aumento de 40X;
O corante azul de metileno mostrou-se de grande ajuda para destacar as membranas e o núcleo;
Abaixo está um esboço em desenho da visualização das células com as lentes de 40 vezes de aumento.

celula mucosa bucal

célula mucosa bucal

Discussão

Um experimento em laboratório realizado permite aos alunos observarem células de forma real analisando a estrutura celular com mais nitidez. Devido ao aumento alcançado com as lentes objetivas, vemos com mais nitidez as células mostradas no microscópio.

Conclusão

a. A partir do experimento realizado em laboratório conclui-se que:
b. A aula prática em laboratório facilita o aprendizado do aluno;
c. Experimentos de analises de células podem ser utilizados em sala de aula;
d. O manuseio de microscópios é importante para o aprendizado do aluno;
e. A facilidade de observar as células e suas características;
f. Aprimorar os conhecimentos sobre a célula bucal.

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Exercício de visualização no microscópio – Letras

Visualização no microscópio – Letras

O microscópio é o aparelho capaz de aumentar a imagem de pequenos objetos. O crédito desta invenção de 1590, é dos holandeses Hans Janssen e seu filho Zacarias, ambos fabricantes de óculos. Eles ampliavam imagens e observavam objetos muito pequenos por meio de duas lentes de vidro montadas nas extremidades de um tubo.

O holandês Antonie van Leewenhoek em 1674 construiu microscópios de uma lente, pequena e esférica, biconvexa entre duas placas de cobre, que aumentava a imagem cerca de 200 vezes aperfeiçoando o instrumento. Ele foi o primeiro a utilizar o microscópio propondo o entendimento da natureza estudando materiais como bactérias, protozoários, embriões de plantas, fluxo de sangue nos capilares sanguíneos, fibras musculares, esperma e visualizou micro-organismos.

Robert Hooke desenvolveu um aparelho com duas lentes, a ocular e a objetiva, ajustadas nas extremidades de um tubo de metal e ficou conhecido como microscópio composto; Escreve em 1666 o livro “Micrographia” que descreve detalhadamente o primeiro microscópio composto, é dele também o termo “little box or cells” dando origem ao termo “célula” usando até hoje.

Atualmente, os microscópios ópticos são os mais utilizados em escolas, universidades e laboratórios, possuem dois conjuntos de lentes de vidro ou de cristal e geralmente fornecem ampliações de 100 a 1000 vezes. A luz, projetada através do objeto em observação, atravessa as lentes da objetiva e chega ao olho do observador. Utiliza-se então o botão micrômetro e o botão macrômetro para focalizar o objeto fracionado na lâmina estudada e o charriot para efetuar a varredura, que é a visualização dos diferentes campos de uma lâmina.

Para a melhor utilização do microscópio, diversas técnicas foram formalizadas e inovações foram feitas. Corantes, fixadores, micrótomo, esfregaço, esmagamento. Esses são alguns materiais e algumas técnicas que são necessárias em um laboratório que utiliza microscopia.

O que veremos é um exercício simples para utilização do microscópio óptico em sala de aula.

Material:

observação de letras - material

observação de letras – material

1. Um pedaço da folha de um jornal ou as letras escritas em quadrados de papel com 1cm2;
2. Tesoura;
3. Lâmina para microscopia;
4. Lamínula;
5. Microscópio;
6. Água;
7. Conta-gotas;
8. Papel filtro;
9. Régua;
10. Pinça.

Procedimentos:

observação de letras - recortar

observação de letras – recortar

1. Recortar a palavra forma, do pedaço do jornal (1cm2) ou escrevê-las em quadrados de papel com (1cm2);

observação de letras - gota d'agua

observação de letras – gota d’agua

2. Colocar uma gota de água sobre a lâmina;

observação de letras - palavra recortada

observação de letras – palavra recortada

3. Colocar a palavra recortada na lâmina e pingar uma gota de água sobre o papel;

observação de letras - lamínula

observação de letras – lamínula

4. Cobrir a preparação com uma lamínula;

observação de letras - retirar as bolhas de ar

observação de letras – retirar as bolhas de ar

5. Retirar as bolhas de ar pressionando levemente a lamínula com a pinça;

observação de letras - botão macrométrico

observação de letras – botão macrométrico

6. Com o botão macrométrico suba o canhão e as objetivas;

observação de letras - lâmina na platina

observação de letras – lâmina na platina

7. Coloque a lâmina (preparação) na platina ou nas presilhas, ilumine o campo do microscópio, gire o botão macrométrico até a objetiva aproxima-se da lâmina e obter a imagem;

observação de letras - botão micrométrico

observação de letras – botão micrométrico

8. Gire o botão micrométrico para focalizar a imagem; Para um aumento maior basta repetir a operação com outra objetiva de maior alcance;

observação de letras - objetivas

observação de letras – objetivas

9. A objetiva de maior aumento proporciona a visão de uma área menor; A objetiva de menor aumento; proporciona a visão de uma área maior;

observação de letras - invertida e rebatida

observação de letras – invertida e rebatida

10. As letras observadas no microscópio mostraram-se invertidas e rebatidas.

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Papanicolau

Papanicolau

Introdução

Papanicolau

George Papanicolau

Papanicolau é o exame das células obtidas através da raspagem dos tecidos e teve início por volta de 1923 pelo médico grego anatomista George Papanicolau seu criador. O exame é realizado frequentemente, a cada ano, pois periodicamente as mulheres consultam um médico para uma avaliação.
A citologia esfoliativa é um exame extremamente fácil de efetuar, pois não requer técnicas sofisticadas para a coleta do material a ser analisado; os materiais são mínimos e econômicos; rápido de se executar; indolor e pouco invasivo para o paciente; entre outras vantagens.
O câncer do colo do útero é o único tumor que, indiscutivelmente, vale a pena rastrear. Os programas de rastreio são eficazes desde que, a colheita citológica seja regular, exista controle de qualidade e envolvam, no mínimo, 60% da população alvo. A principal responsabilidade do rastreio é do médico Clínico Geral e Familiar que deve, encorajar as mulheres a serem rastreadas, assegurar a autenticidade dos laboratórios para onde são enviados os esfregaços e dar o seguimento dos resultados. O esfregaço cervico-vaginal é um teste simples e indolor que detecta células anormais no colo do útero e à sua volta. Deve ser colhido em todas as mulheres sexualmente ativas e eventualmente nas histerectomizadas, por doença maligna.

Objetivo

O objetivo do esfregaço cervico-vaginal (Papanicolau) é diagnosticar o câncer do colo do útero que deve ser rastreado, devido a:
1. A elevada incidência, cerca de vinte novos casos por ano por 100.000 habitantes e 15% dos tipos de câncer que atingem a mulher;
2. A especificidade (60 a 99%), sensibilidade (55 a 85%) e simplicidade do esfregaço;
3. A possibilidade de diagnóstico de lesões pré-neoplásicas ou neoplasias num estádio inicial, que permitem elevadas taxas de cura.

Periodicidade:

A periodicidade da realização do exame papanicolau é controversa e influenciada por numerosos fatores, econômicos, políticos e sociais mas deve ser feito regularmente.

Recomenda-se:

1. Não efetuar em uma mulher virgem;
2. Realizar o 1º esfregaço durante o primeiro ano, após o início da atividade sexual e o 2º um ano depois do primeiro. Estes dois exames servirão de padrão.

Se estes primeiros resultados forem normais, a frequência do exame depende dos fatores de risco:
1. Se não existirem e nas mulheres histerectomizadas por doença benigna, de três em três anos até aos sessenta anos, não voltando a ser realizado se tudo estiver normal;
2. Se presentes, fazer anualmente até aos sessenta anos, podendo depois espaçar;
3. Após tratamento de doença pré-maligna ou carcinoma invasivo, de três em três meses nos primeiros dois anos, de seis em seis meses nos três anos seguintes e depois anualmente.

Fatores de Risco: 

a. O risco é possível desde a primeira relação sexual;
b. A incidência máxima do carcinoma invasivo é na 4ª e 5ª décadas;
c. Para o carcinoma «in situ» o pico verifica-se entre os trinta e os quarenta anos;
d. O fator de risco mais importante é a idade da 1ª relação sexual, particularmente se esta tiver ocorrido antes dos dezoito anos;
e. Relações sexuais com mais de um parceiro são um risco maior do que o seu número total;
f. Grande multiparidade;
g. Cervicites crônicas;
h. Infecções por Vírus Herpes simplex II (genital);
i. Infecções por Vírus do Papiloma Humano (serotipos 16 e 18);
j. Tabagismo;
k. Anticoncepção oral;
l. Número de parceiros sexuais do (a) parceiro (a);
m. Déficit de folatos, betacarotenos e vitaminas C e E;
n. Infecção pelo Vírus da Imunodeficiência Humana;
o. Outras Doenças Sexualmente Transmissíveis.
p. O câncer do colo do útero é atualmente considerado uma Doença Sexualmente Transmissível.

Critérios de seleção para execução do Papanicolau:

1. Mulheres que tenham iniciado atividade sexual, independentemente da idade;
2. Mulheres que nunca tenham realizado esfregaço cervico-vaginal;
3. Mulheres que tenham tido diversos parceiros sexuais;
4. Mulheres com antecedentes de Doença Sexualmente Transmissível.

As mulheres com esfregaço cervico-vaginal anormal, em que é evidente a causa (por ex.: infecção), devem ser sujeitas a colposcopia (é a técnica que consiste no exame de colo de útero). No caso de detectada a causa, deve ser tratada, repetido o esfregaço que, se persistir anormal, obriga a nova colposcopia.

Técnica de execução

Locais de colheita:

Papanicolau

Papanicolau – locais de coleta

a. Fundo de saco posterior, anterior ou lateral da vagina.
b. Parte externa do colo do útero e junção escamo-colunar.
c. Canal endocervical.

Material para colheita:

Papanicolau

Espéculo

Espéculo esterilizado de 28mm para nulíparas e de 32mm a 38mm para multíparas;

Papanicolau

material de coleta para Papanicolau

Espátula de Ayre; Escova endocervical ou swab; Frasco coletor; Lâminas de vidro; Frasco fixador, em aerossol ou líquido; Lápis.

Técnica de colheita:

1. A colheita deve ser feita entre o décimo e o vigésimo dia do ciclo menstrual, dois dias antes da colheita devem ser evitados «duchas vaginais» ou a aplicação vaginal de quaisquer produtos (espermicidas, medicamentos)
2. Deve ser o 1º sinal do exame ginecológico, sempre antes do toque vaginal
3. O espéculo deve ser introduzido sem lubrificante, no caso de atrofia da mucosa molhar o espéculo com soro fisiológico
4. Após o afastamento dos pequenos lábios, introduzir o espéculo e simultaneamente imprimir um movimento de rotação de 90°. Abre-se o espéculo de forma a visualizar o colo uterino, o que pode ser difícil nas vaginas profundas, se existir retroversão ou obesidade.
5. O esfregaço da superfície externa do colo deve ser feito girando-se três vezes 360° a espátula de Ayre, num só sentido, na entrada do orifício cervical, com suavidade para não causar sangramento.

Papanicolau

Papanicolau – Espátula de Ayre

A passagem das células para as lâminas de vidro deve ser feita rapidamente, num único sentido, espalhadas uniformemente e de imediato, fixadas com o vaporizador a 15 a 20cm de distância ou mergulhadas imediatamente no líquido fixador.

Papanicolau

Papanicolau – Fixador

Após a fixação as lâminas devem ser remetidas ao laboratório o mais brevemente possível, acompanhadas de informação clínica e devidamente rotuladas.
O esfregaço do canal que une o útero à vagina deve ser feito com uma escova endocervical imprimindo um movimento de vaivém.

Papanicolau

Papanicolau – Identificação

A informação que acompanha as lâminas deve conter nome e codinome da mulher, idade, data da última menstruação, características do ciclo menstrual, se a mulher está grávida, número de gestações anteriores, datas de operações ginecológicas anteriores, se foi submetida a radioterapia, se tem sintomas, se tem história de administração de hormônios (ex.: anticonceptivos orais, terapêutica hormonal de substituição) ou antibióticos, achados clínicos, método anticoncepcional utilizado, resultados de citologias anteriores e outros elementos valorizáveis.

Fixadores:

Aerossol – diferentes misturas de álcool, ácido acético, etilenoglicol ou propileno.
líquidos – álcool etílico a 95%, metílico, isopropílico ou três partes de álcool etílico a 95% e sete partes de álcool butílico terciário.
As lâminas, quando se usa aerossol secam em dez minutos e conservam-se, à temperatura ambiente, cerca de quinze dias ou devem ficar no fixador líquido quinze minutos até sete ou dez dias.

Erros comuns:

1. Colheita de material é insuficiente;
2. Material inadequadamente espalhado;
3. Material colhido do local errado;
4. Uso de lâminas que estão insuficientemente limpas ou desengorduradas;
5. Secagem antes da fixação ou durante a coloração;
6. Fixação insuficiente;
7. Coloração incorreta.

Avaliação da Amostra

Papanicolau

Papanicolau – Observação da amostra

Observação da amostra com microscópio.

Papanicolau

Papanicolau – Amostra

Em seguida faz-se a avaliação da amostra:

.Satisfatória para avaliação;
.Satisfatória para avaliação mas… (especificar);
.Insatisfatória para avaliação.

A classificação da amostra usa uma nomenclatura baseada nas alterações celulares e correspondente benignidade ou grau de malignidade:

Lesões benignas: Alterações nucleares e citoplasmáticas reversíveis, exigem tratamento do agente causal e repetição da citologia, podem ser provocadas por:
1. Infecções:
Bactérias – Chlamydia, Gardnerella, Actinomyces e outros;
Fungos – Cândida e outros;
Protozoários – Trichomonas;
Vírus – Herpes, Vírus do Papiloma Humano (16 e 18) e Citomegalovírus.

2. Alterações reacionais e de regeneração:
Inflamação (cervicites);
Miscelânea (terapêutica por radiações, quimioterapia, dietilbestrol, utilização de DIU, outros).

Lesões pré-malignas: Alterações celulares de displasia (alterações nucleares e citoplasmáticas) classificadas em três grupos:

1. Displasia ligeira – CIN I (sigla da designação em inglês da Neoplasia Cervical Intra-epitelial) – alterações ao nível das células da camada superficial, ocupam um terço do epitélio;
2. Displasia moderada – CIN II – alterações ao nível das células da camada intermediária, ocupam dois terços do epitélio;
3. Displasia marcada – CIN III – alterações ao nível das células da camada parabasal, ocupam toda a estrutura do epitélio.

Lesões malignas: Alterações celulares definitivas e graves do epitélio pavimentoso (carcinoma «in situ», processos de micro-invasão e invasão) ou do epitélio cilíndrico (hiperplasia, adenocarcinoma).
A presença de células endometriais (epitélio cilíndrico) na pós-menopausa franca é altamente suspeita de patologia maligna do endométrio.

Bibliografia:

Antunes AB. Manual de Ginecologia – Volume I. Porto; 1997.
Associação para o Planeamento da Família. Manual de Planeamento Familiar para Médicos. Lisboa; 1988.
Bergmann JB, Sigurdsson JA, Sigurdsson K. What attendance rate can be achieved for Pap smear screening? Scand J Prim Health Care 1996; 14: 152-8.
Direcção Geral dos Cuidados de Saúde Primários. Orientações para a Interpretação de Exames Citológicos Cervico-Vaginais. Lisboa; 1991.
Ferris DG, Wright TC, Litaker MS, Richart RM, Lorincz AT, Sun XW et al. Triage of Women with ASCUS and LSIL on Pap Smear Reports: Management by Repeat Pap Smear, HPV DNA Testing, or Colposcopy? J Fam Pract 1998; 46: 125-34.
Frame PS, Frame JS. Determinants of Cancer Screening Frequency: The Example of Screening for Cervical Cancer. J Am Board Fam Practv 1998; 11: 87-95.
Guidos BJ, Selvaggi SM. Use of the ThinPrep Pap Test in Clinical Practice. Diagn Cytopathol 1999; 20: 70-3.
Ibáñez MG, Enríquez JG, López ML. Cribado de cáncer de cérvix. A quién y cuándo. Aten Primaria 1998; 21: 234-9.
Marques H, Pimentel F. Oncologia para Clínicos Gerais. Porto; 1995.
National Cancer Institute. What you need to know about Cancer of the Cervix. Bethesda; 1994.
Silva DP, Real O. Rastreio do cancro do colo. Programa da Região Centro de Portugal. Act Med Port 1997; 10: 643-52.

 

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Técnica do esmagamento

Técnica do esmagamento

Preparação temporária

Existem várias técnicas para a realização de preparações temporárias. Em laboratório, nós usamos a técnica de montagem (considerada como complemento de outras) e a técnica do esmagamento.

De acordo com a sua duração, as preparações podem ser designadas como preparações temporárias ou definitivas. As preparações temporárias são aquelas cuja duração é curta e que permitem a observação de células no seu meio natural de vida, por exemplo: água salgada, soro fisiológico, água doce ou plasma sanguíneo. A sua curta duração explica-se pela possibilidade da ocorrência de evaporação do meio aquoso, acompanhada por decomposição e autólise da célula.

A constituição das preparações temporárias é a seguinte:

1. Lâmina de vidro, onde é colocado o objeto para posterior observação;

2. Lamínula de vidro, de espessura mais fina comparativamente à lâmina, colocada sobre o objeto a observar;

3. Meio de montagem: líquido (incolor ou não) que é colocado entra a lamínula e a lâmina e onde o qual deve estar imerso o material;

4. Objeto, que é o material biológico a ser observado no microscópio.

Técnica de montagem:

O objeto é colocado entre a lâmina e a lamínula. Com a ajuda de uma agulha de dissecação, se necessário, deixa-se cair a lamínula lentamente.

Técnica do esmagamento

técnica de esmagamento 01

técnica de esmagamento 01

1. Corte as pontas da raiz da cebola.

técnica de esmagamento 02

técnica de esmagamento 02

2. Picar as raízes com um bisturi e colocar uma gota de corante.

técnica de esmagamento 03

técnica de esmagamento 03

A lâmina é coberta com uma lamínula.

técnica de esmagamento 04

técnica de esmagamento 04

Os tecidos da amostra são esmagados pela pressão do polegar.

técnica de esmagamento 05

técnica de esmagamento 05

A amostra está pronta para observação no microscópio.

O método de esmagamento é usado nos casos em que existe uma aderência fraca entre as células do tecido a observar. Para visualizar as células, basta colocar um pequeno fragmento do tecido entre a lâmina e a lamínula e fazer uma pequena pressão com o polegar. Utilizamos este método de forma a obter uma melhor visualização das células, pois o esmagamento faz com que haja uma separação das células acompanhada pela formação de uma fina camada que é facilmente atravessada pela luz.

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Técnica do esfregaço sanguíneo

Esfregaço sanguíneo

esfregaço = es•fre•ga•ço
(esfregar + -aço) substantivo masculino
[Medicina] Amostra disposta em lamínula e destinada à análise microscópica (ex.: esfregaço bacterioscópico, esfregaço vaginal).

Esfregaço sanguíneo é uma técnica que permite a separação de células em meio líquido. Consiste em espalhar um fragmento de tecido ou de uma colônia sobre uma lâmina de vidro, o que provoca a dissociação de alguns elementos celulares e a sua aderência ao vidro. Forma-se assim uma fina camada de células, facilitando a observação.

Este método é usado na observação de sangue e outros líquidos orgânicos, em que se coloca uma gota do líquido sobre uma lâmina, e com a ajuda de uma outra lâmina ou lamela se espalha bem. Depois de seco o material pode ser corado e fixado.

A confecção do esfregaço sanguíneo é o ponto crucial para a realização de um hemograma confiável e por isso a sua padronização deve ser a principal exigência. Para realizar a técnica dos esfregaços sanguíneos, é utilizada uma lâmina limpa, sem resquícios de gordura ou outros materiais e outra lâmina distensora igualmente limpa. O esfregaço ideal deve ser livre de falhas e paradas, não muito espesso, nem fino demais e sem falhas na cauda. Na observação ao microscópio às duas bordas onde são realizadas as contagens devem apresentar os eritrócitos mais separados e os leucócitos bem distribuídos.
Material: Lanceta ou agulha de injeção, papel filtro, álcool e lâminas lavadas com álcool e secas.
Amostra: Obtêm-se por punção da polpa do dedo com uma lanceta previamente desinfetada. A colheita de sangue será feita levando-se em consideração que a gota de sangue extraída deve ser encostada na lâmina invertida, que só toca na gota emergente, evitando assim o contato com a pele.

Técnica:

técnica de esfregaço 01

técnica de esfregaço 01 – preparação da lâmina

 

1. A lâmina deve ser limpa com álcool e seca com papel filtro para iniciar o procedimento.

técnica de esfregaço 02

técnica de esfregaço 02 – coleta de amostra

2. Com uma lanceta estéril deve se coletar a amostra.

técnica de esfregaço 03

técnica de esfregaço 03 – preparação da lâmina

3. A amostra deve ter de 1 a 2 cm de diâmetro para iniciar o procedimento.

técnica de esfregaço 04

técnica de esfregaço 04 – o movimento

4. Colocar o lado da lâmina com o qual se fará o esfregaço num ângulo de 45° com a face superior da lâmina.

técnica de esfregaço 05

técnica de esfregaço 05 – conclusão do movimento

5. Fazer com a lâmina um ligeiro movimento para trás até encostar-se à gota de sangue, deixando então, que a gota se difunda uniformemente, ao longo de toda borda por capilaridade.

técnica de esfregaço 06

técnica de esfregaço 06 – amostra concluída

6. Levar a lâmina para frente de modo que ela carregue a gota de sangue, que se estenderá numa camada delgada e uniforme. É essencial escorregar a lâmina de uma vez, sem detê-la.

técnica de esfregaço 07

técnica de esfregaço 07 – seque imediatamente

7. O movimento de extensão deve ser uniforme. O sangue deverá ser puxado pela lâmina e não empurrado pela mesma. Secar imediatamente o esfregaço agitando a lâmina no ar ou com auxílio do ventilador. Não se deve aquecer o esfregaço para secá-lo.

técnica de esfregaço 08

técnica de esfregaço 08 – comparação de amostras

8. Comparação entre duas amostras para o entendimento da forma ideal da técnica do esfregaço, os diferentes glóbulos devem estar estendidos em uma única camada sem superposição, nem formação de grãos, flocos ou falhas ao estender a amostra.

técnica de esfregaço 09

técnica de esfregaço 09 – área de analise.

9. A gota de sangue deve ser distendida na sua totalidade, daí que ela não deve ser grande.

técnica de esfregaço 10

técnica de esfregaço 10 – área de analise.

10. Demonstração da área ideal para analise. Deve se levar em consideração que num esfregaço as partes mais ricas em elementos citológicos são as bordas.

técnica de esfregaço 11

técnica de esfregaço 11 – identificação da amostra

11. O processo de identificação da amostra é muito importante, sem ele todo trabalho é inútil. Deve-se sempre focar na organização; identificação da amostra e registro dos dados correspondentes (tanto em papel como em computador).

técnica de esfregaço 12

técnica de esfregaço 12 – observação da amostra.

12. A observação e o registro da amostra em microscópio deve ser feita para conclusão do processo.

Assim apresentamos passo a passo a “técnica do esfregaço” para analise de uma amostra de sangue. Lembrando que ela é uma preparação temporária. As preparações temporárias permitem fazer a observação de células no seu meio normal de vida: água salgada, água doce, soro fisiológico ou plasma sanguíneo.

 

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Processo de inclusão em parafina

Processo de inclusão em parafina para preparação dos cortes no micrótomo e uso nas lâminas de microscopia.

A parafina é imiscível com a água, que constitui os 70% dos tecidos animais. A primeira operação a fazer é tirar totalmente a água da peça fixada.

Isto pode parecer uma coisa muito simples, mas não é tanto assim. Para que as células e os tecidos mantenham a sua forma original, a água não deve ser simplesmente retirada, mas substituída por outro fluido.

O ideal seria um líquido que fosse miscível com a água e com a parafina, mas não há muitas substâncias que façam isso sem inconvenientes, por isso se utilizam duas fases: na primeira tira-se a água com um solvente e na segunda substitui-se este solvente por outro, miscível em parafina. O processo mais habitual utiliza o álcool 100% como primeiro solvente e o benzeno ou xilol como segundo.

A substituição da água por álcool 100% é um processo gradual: se pegarmos na peça do fixador aquoso e a atirarmos para dentro de um banho de álcool 100%, os tecidos vão-se deformar. A água vai ser extraída das células com violência, deformando-as e alterando as posições internas dos organitos, ou mesmo destruindo-os. É preciso, portanto, uma série de banhos com concentrações crescentes.

O volume

A substituição de água pela solução de desidratação é feita por difusão molecular. Isto quer dizer que o sistema tenta estabelecer um equilíbrio entre o conteúdo de água da amostra e do banho. Se o volume do banho não é consideravelmente superior ao da amostra, corre-se o perigo de que a concentração do banho fique alterada. Assim, o recipiente do banho deve ter um volume da ordem de 50 vezes o volume da amostra.

Rotina tradicional de desidratação com álcool e benzeno ou xilol

Rotina tradicional de desidratação com álcool e benzeno

Rotina tradicional de desidratação com álcool e benzeno

Há muitas variantes desta sequência. As mais interessantes são as que incluem um líquido intermediário menos agressivo, como é o caso do dioxano, que substitui o álcool absoluto e o benzeno (os banhos que endurecem mais a peça), passando diretamente à parafina.

Inclusão em parafina

A parafina é uma mistura de diversos hidrocarbonetos saturados, às vezes com ceras. É quimicamente inerte, solúvel em diversos solventes orgânicos, com baixo ponto de fusão, e fácil de cortar com uma faca, o que faz dela um bom meio para inclusão.
Há parafinas de diversos pontos de fusão. Quanto mais elevado é o ponto de fusão, mais dura é a parafina. Em geral utilizam-se parafinas que fundem entre os 50°C e os 70°C.

Impregnação

A amostra é mergulhada na parafina fundida numa estufa ou banho-maria a uma temperatura alguns graus acima do ponto de fusão da parafina. O tempo de permanência na parafina fundida depende de vários fatores:

a. Líquido intermediário: quanto mais volátil seja o líquido intermédio, mais depressa sai da peça para ser substituído pela parafina líquida. Assim, o benzeno, que é mais volátil que o xileno, precisará de menos tempo para impregnação. A essência de cedro, pelo contrário, exigirá mais tempo de impregnação.
b. Natureza e tamanho da amostra: Dependendo do tipo de tecido, será preciso mais ou menos tempo. O tamanho tem o mesmo efeito para a fixação.

Será preciso determinar o tempo necessário de um modo mais ou menos empírico. Serão precisos, como na desidratação e líquidos intermediários, três banhos. O tempo pode ir desde algumas horas, para o pâncreas de um vertebrado, até três dias para a cabeça de um inseto grande.

Confecção do bloco

Montagem da parafina 01

Montagem da parafina 01

Para construir o bloco é preciso utilizar um molde.
Um sistema clássico é o dos esquadros de Leuckart. Estão representados na figura. São duas peças de metal em forma de L, que permitem deixar entre elas uma cavidade maior ou menor, segundo a sua posição.

Montagem da parafina 02

Montagem da parafina 02

Para utilizá-los, colocam-se sobre uma base de vidro ou de metal e se dispõem um contra o outro, de modo a deixar entre eles, uma cavidade suficiente para o tamanho do bloco que se deseja construir.

Montagem da parafina 03

Montagem da parafina 03

A seguir (as operações devem ser efetuadas com rapidez), derrama-se parafina limpa fundida no molde formado e se coloca a peça no interior da parafina, utilizando pinças aquecidas. Deve-se ter o cuidado de orientar a peça na posição correta para o corte. Para isto poderão ser de utilidade umas agulhas de dissecção previamente aquecidas.

Montagem da parafina 04

Montagem da parafina 04

Depois de alguns segundos a parafina começa a solidificar. Nesse momento o conjunto dos esquadros e a base devem ser mergulhados em água fria e deixados nela uns minutos, para que a parafina solidifique depressa, sem formar cristais que diminuam sua homogeneidade.

Agora, pode se retirar os esquadros que fizeram o molde e extrair o bloco formado.

Etiquetagem

Um dos problemas da histologia é a correta identificação das peças. O processo mais seguro para a maioria dos casos, é atribuir um número a cada peça, registre num livro (caderno diário do laboratório) ou base de dados no computador onde consta a descrição, data, técnicas utilizadas, etc.

Montagem da parafina 05

Montagem da parafina 05

Este número é escrito com lápis num papel de boa qualidade, que vai acompanhar a peça ao longo de todo o processo de preparação, mergulhando, com ela nos fixadores, lavagens, líquidos desidratantes, intermediários e parafina. Este método não é viável quando são utilizados fixadores com ósmio, porque o papel fica completamente preto, sendo impossível ler o número escrito. Nesse caso, o papel terá de fazer o seu percurso fora dos frascos. Não é preciso dizer que se deve ter cuidado redobrado para evitar o seu extravio ou deterioração.

Este papel pode, finalmente, ser aderido a um lado do bloco solidificado, pincelando com um pouco de parafina fundida.

Entalhe do bloco

Montagem da parafina 06

Montagem da parafina 06

A última operação antes do corte pelo micrótomo é o entalhe do bloco. Utilizando um estilete ou uma lâmina, cortar como uma pirâmide: o topo será a face de corte. É costume frisar uma das quinas, isso ajuda a orientar o corte na sua colocação e distensão na lâmina do micrótomo.

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Micrótomo

Micrótomo

Os micrótomos podem ser de variados modelos, aqui vamos falar de dois. O micrótomo manual cilíndrico e o micrótomo manual rotativo.

Descrição:

Micrótomo é o aparelho que faz cortes microscópicos, variando geralmente de 1 à 10 μm (micrômetros) de espessura, em pequenas amostras de material biológico (geralmente tecidos) em blocos de resina específica (parafina) para análise em microscópio óptico.

Micrótomo manual cilíndrico é feito de aço inoxidável tem uma lâmina de vidro e um clipe interno para fixação e o material é de fácil inserção. Rodando o ajuste fino da base, o material contido no cilindro, aumenta gradualmente. Movendo a faca da lâmina histológica na placa de vidro, se projetam películas finas, conseguindo reduções de cerca de 10 mícrons cada corte.

micrótomo manual 01

Amostra base de parafina

micrótomo manual 02

micrótomo manual cilíndrico

micrótomo manual 03

lâmina de corte, amostra e micrótomo manual cilindrico

micrótomo manual 04

Preparação da lâmina

micrótomo manual 05

lâmina pronta para observação

As células dos órgãos e tecidos, pouco depois de morrerem, decompõem-se rapidamente. O processo de fixação destina-se a preservar as células, evitando as modificações post mortem conhecidas por autólise e conservando, deste modo, a estrutura morfológica. Consiste basicamente na estabilização da estrutura das proteínas, por coagulação. Entre os muitos agentes fixadores que se empregam, destacam-se o álcool etílico, o ácido acético, o formol e o ácido pícrico.

Inclusão e corte:

Os organismos unicelulares e as células isoladas podem observar-se, com facilidade, ao microscópio. Pelo contrário, os órgãos ou tecidos, mesmo cortados em pequenos pedaços, não são suficientemente transparentes para poderem ser observáveis. É necessário então cortá-los em lâminas tão delgadas quanto possível, por forma a serem transparentes aos fótons. Tratando-se de materiais geralmente moles, esta operação só é possível senão após um tratamento de impregnação numa substância plástica dura. A mais amplamente empregue é a parafina. Fundida a temperatura relativamente elevada (50 a 60°C) a parafina penetra profundamente nos tecidos e, uma vez arrefecida, solidifica e permite a realização de cortes finos de 3 a 10 mm de espessura. A operação de corte é efetuada com o auxílio de um instrumento designado por micrótomo, que dispõe de uma faca de aço. Os cortes assim obtidos são dispostos em lâminas de vidro (lâminas de microscópio). 

Micrótomo manual rotativo e operação de corte

micrótomo manual rotativo 01

micrótomo manual rotativo 01

micrótomo manual rotativo 02

micrótomo manual rotativo 02

micrótomo manual rotativo 03

micrótomo manual rotativo 03

Coloração

A maioria dos elementos que constituem os tecidos é naturalmente incolor e os respectivos índices de refracção não se afastam muito do da água. Para que eles se tornem visíveis ao microscópio fotônico, recorre-se à coloração quer dos componentes proteicos das estruturas, quer das inclusões celulares de natureza química diversa. Alguns dos corantes mais comuns são a hematoxilina, a floxina e o verde luz. Mas há muitos mais.

Montagem

Esta última operação consiste em fechar o material entre a própria lâmina que suporta o espécime e uma lamínula de vidro. A lamínula é colocada sobre o material com o auxílio de uma resina solidificável, que serve simultaneamente para aumentar a transparência dos cortes e conservá-los. Emprega-se tradicionalmente como resina, o bálsamo-do-canadá, cujo índice de refração ao secar (n = 1,535) é próximo ao do vidro em que é feita a lamínula.

O problema decorrente da fraca diferença de contraste entre as estruturas biológicas e o meio em que se observam pode ser solucionado através de outras técnicas que excluem a coloração, graças ao emprego de microscópios da mesma família do microscópio fotônico comum, mas que tiram partido de outras leis físicas.

A histoquímica é uma técnica histológica que tem por objetivo a identificação da natureza química de constituintes celulares. Consiste na coloração específica desses constituintes, recorrendo basicamente a substâncias que, reagindo com os componentes celulares, dão origem a produtos corados. Esta técnica contrasta com a coloração histológica comum, acima referida, na medida em que esta última se baseia na absorção, pelas estruturas, de substâncias coradas (os corantes), enquanto que na histoquímica, as cores são propriedade de produtos que se formam in sito.

Um dos exemplos clássicos é o método de Feulgen que se destina a identificar o DNA. O princípio da reação baseia-se no fato de que o DNA, após hidrólise ácida moderada, quando tratado pelo reagente de Schiff, dá lugar à formação de um produto que se cora em vermelho arroxeado.

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Vidro e sua fabricação

Vidro – Como se fabrica

O vidro comum se obtém por fusão de elementos: 70% de dióxido de silício (SiO2), areia retirada de locais como fundo de lagos e de pedra cinzenta, 14% de carbonato de sódio (Na2CO3), 14% de carbonato de cálcio (CaCO3) 2% de componentes químicos, corantes e descorantes, fundentes e estabilizantes.
Os fundentes possuem a finalidade de facilitar a fusão da massa silícea e são compostos de óxido de sódio e óxido de potássio.
Os estabilizantes têm a função de impedir que o vidro composto de silício e álcalis seja solúvel e são: óxido de cálcio, óxido de magnésio e óxido de zinco.
Depois da extração das pedras, da areia e moenda do quartzo, procede-se a lavagem a fim de eliminarem-se as substâncias argilosas e orgânicas; o material é posto em recipientes de matéria refratária, para ser fundido. A mistura segue para um forno industrial e alcança o estado líquido quando atinge temperaturas de até 1500°C e quando se fundem as substâncias não solúveis sobem à tona e são retiradas.

massa incandescente de vidro

massa incandescente

A mistura que dá origem ao vidro é uma massa viscosa e dourada ao sair do forno, muito parecida com o mel. Escorre por canaletas em direção a um conjunto de moldes em que a dosagem para cada molde é do tamanho a ser criado (na indústria).
O primeiro molde serve para dar o contorno inicial do objeto a 1200°C deixando uma bolha de ar no seu interior.
No molde final um canudo é inserido na bolha. Por este canudo, uma máquina injeta ar, moldando o líquido até ganhar o contorno definitivo, (uma garrafa), a temperatura já está a 600°C e a garrafa vai ficando rígida.
Ela vai para o recozimento e é retirada do molde para esfriar por uma hora e estará pronta para ser usada.

Fabricação artesanal

fabricação artesanal

fabricação artesanal

É feita no interior de um forno, onde se localizam os recipientes refratários. Quando o material está quase fundido, o artesão imerge um canudo de ferro e retira-o rapidamente, após dar-lhe algumas voltas trazendo na sua extremidade uma bola de matéria incandescente. Agora a bola incandescente, se transforma numa bolha.

bola de vidro incandescente

bola de vidro incandescente

O artesão gira-a de todos os lados sobre uma placa de ferro chamada marma. A bola vai se avolumando até assumir forma desejada pelo vidreiro.
Finalmente a peça vai para a seção de resfriamento gradativo, e assim ficará pronta para ser usada.

Tipos

Existem muitos tipos que mesmo com a mesma base, possuem composições diferentes para destinos diferentes:

garrafas de vidro

garrafas de vidro

Sodo-Cálcio: Embalagens em geral, garrafas, potes, frascos e vasilhames nas cores, branca, âmbar, azul e verde;

tipos de vidro

tipos de vidro

Vidros planos: Indústria automobilística, construção civil, eletrodomésticos, planos lisos, cristais, impressos, temperados, laminados, aramados e coloridos;

vidraria de laboratorio

vidraria de laboratório

Borosilicato: Vidraria especial de laboratório, utensílios domésticos resistentes e choque térmico tigelas, travessas, copos, pratos, panelas e produtos domésticos;

vidros ao chumbo

vidros ao chumbo

Ao chumbo: Copos, taças, cálices, ornamentos, peças artesanais. OBS: O chumbo confere mais brilho ao vidro;
Fibras de vidro: Mantas, tecidos, fios e outros produtos para aplicações de reforço ou de isolamento;

vidros técnicos

vidros técnicos

Vidros técnicos: Lâmpadas incandescentes, fluorescentes, telas de TV, monitores, tela de celular, tabletes, lentes para microscópio, fibra óptica, vidros de indução, vidraria de laboratório, garrafas térmicas, oftalmológicos e isoladores elétricos.

Reciclagem

reciclagem de vidro

reciclagem de vidro

Os produtos devem ser separados por tipo e cores. As embalagens de geleia e os copos comuns não devem ser misturados aos vidros planos. cores de vidro

cores

As cores mais comuns são:
Âmbar: garrafas de cerveja, azeites e produtos químicos;
O translúcido ou branco: copos, geleias, refrigerantes e espumantes;
Verde: refrigerantes, vinhos e azeite;
Azul: vinhos e água.
O vidro reciclado retorna às vidrarias, onde é separado, lavado, triturado e misturado com mais areia, calcário, sódio e outros minerais. Tudo é derretido em fornos e volta a ser vidro novamente.

 

O vidro é 100% e infinitamente reciclável. Isto quer dizer que tudo que é de vidro, mesmo os recipientes quebrados, podem ser transformados em novos produtos.
É frágil quebrando com muita facilidade.
OBS: Os vidros técnicos são compostos por matérias-primas diferentes e não são facilmente reciclados, não misture com os outros tipos de vidro.

fonte:
http://www.infoescola.com/ecologia/reciclagem-de-vidro/

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A lâmina para microscópio

Lâmina é uma peça retangular, normalmente de vidro, às vezes em outros materiais, tanto inorgânicos como o quartzo, ou orgânicos (polímeros) como o policarbonato, o poliestireno, o acrílico e suas modificações.

Lâmina é uma placa de vidro de espessura aproximada de 0,3 mm, que serve para fixar qualquer estrutura microscópica.

lâmina lisa não lapidada

A lâmina é produzida variando suas dimensões de 15 x 40 mm até 50 x 76mm ou maiores, dependendo de sua aplicação. O mais comum é de 26 x 76mm nos países que adotam o sistema métrico, medidas originárias de 1 por 3 polegadas (25,4 x 76,2mm) que são o tamanho padrão para a construção de microscópios. Variam em espessura de 0,8 a 2mm, também dependendo da aplicação, mas mais usualmente têm a espessura de 1 a 1,3mm.

Lâmina é uma placa de vidro de espessura aproximada de 0,3 mm, que serve para fixar qualquer estrutura microscópica.

lâmina fosca

Podem ter uma ou duas extremidades fosqueadas, por jateamento ou corrosão com ácido fluorídrico ou fluoreto de amônio, ou ainda por escovamento com abrasivos, ou ainda pintura por serigrafia branca ou em diversas cores; com a finalidade de se escrever anotações ou rotulá-las neste espaço.
Podem ter as bordas cortadas com os cantos vivos ou lapidadas, tornando seu uso mais seguro por causa do caráter cortante do vidro.
Para algumas aplicações, podem ter uma de suas superfícies completamente ou regionalmente fosqueadas, quando não se faz necessária a transparência e é adequado um determinado contraste. Para outras aplicações são “escavadas”, formando cavidades destinadas a reter volumes de líquidos a serem examinados ao microscópio. Para as lâminas ditas escavadas, normalmente são usados em sua fabricação o vidro plano de 2mm de espessura, e as escavações, concavidades, tem normalmente 15 a 18mm de diâmetro e 1 a 1,5mm de profundidade. Placas de vidro com mais de 3 escavações, maiores e mais profundas e com espessura maior que 2mm, normalmente são classificadas como placas de toque e não são consideradas nem usadas em microscopia e se destinam normalmente a reações químicas em pequena escala.

Os modelos disponíveis tem opções: Lisa, Fosca Circular, Quadrada e Retangular, cada qual indicada para diferentes análises laboratoriais e com espessuras específicas.

lâmina fosca lapidada Imunofluorescência

As lâminas ainda podem ter sua superfície serigrafada com numerosas variações de células e divisões, com finalidades em análises em diversas aplicações, como a microscopia de fluorescência, a bacteriologia e a virologia.
Nas suas diversas aplicações as lâminas, podem ser usadas em conjunto com lamínulas podendo apresentar variações chamadas câmaras de contagem com finalidades específicas de contar ao microscópio diversos tipos de células, como células sanguíneas ou espermatozoides. Neste caso, apresentam gradeamento marcado em uma de suas superfícies, mesmo milimétrica ou menor (micrométrica), visando estabelecer áreas e permitir a contagem.

Os modelos disponíveis tem opções: Lisa, Fosca Circular, Quadrada e Retangular, cada qual indicada para diferentes análises laboratoriais e com espessuras específicas.

lâmina fosca

Especificações do vidro
Quando de vidro, a lâmina pode ser produzida em vidro de composição mais soda-cal, ou vidro dito alcalino, mesmo que em composições chamadas de vidro neutro (no que apresentam coloração, ao menos no sentido transversal, esverdeada), ou ainda de cristal, com alto teor de chumbo e mesmo com alto teor de bórax, em composições próximas do vidro borossilicato, quando são bastante incolores. São usadas também formulações de vidro que são incolores, eliminando os componentes, como o ferro que causam coloração, ou ainda os anulando em seus efeitos. Para câmaras de contagem, inclusive por sua maior espessura, são utilizados invariavelmente vidros de altíssima transparência, de alta qualidade ótica.

Abaixo as composições aproximadas de vidro utilizado em lâminas para microscopia.

Componente         no vidro “verde” (%)         no vidro incolor (%)
Dióxido de silício          72.2                                                    72.15
Óxido de sódio              14.5                                                     14.25
Óxido de cálcio               6.5                                                      6.25
Óxido de magnésio       4.4                                                       4.1
Óxido de alumínio         1.5                                                       1.12
Óxido de potássio          0.3                                                      1.15
Trióxido de enxofre       0.3                                                      0.3
Óxido de ferro (III)       0.1                                                       0.3
Óxido de titânio             0.05                                                    0.05

Propriedades físicas

Densidade do vidro: 2.4024g/cm3
Ponto de amolecimento: 724°C
Valor de dispersão (valor Nu): 64
Variância dimensional: ±1.5000
Expansão térmica: (0 -300°C) 8.36×106/ °C
Constante dielétrica: @20°C (68ºF) (1MHZ): ET =6.7
Modulo de Young: E = 10,000,000 lbs/sq in.
Modulo de Torsion: G = 4,000,000 lbs/sq in.
Raio de Poisson: µ = 0.2
Transmitância luminosa: @ 0.040: 91.8%
fonte: wikipédia

Lamínula

A lamínula, bem mais fina que a lâmina com aproximadamente 0,05 mm.

lâmina de microscópio e lamínula

A lamínula para microscopia é usada para sobrepor ao material biológico da lâmina durante a leitura no microscópio, o que permite uma melhor visualização do material e melhor identificação. As lamínulas para microscopia são fabricadas em vidro especial e embaladas á vácuo, todos os modelos das nossas lamínulas vem com uma espessura de 0,13mm a 0,16mm. São produzidas em vidro transparente de alta qualidade e sem imperfeições, limpa e adequada para uso direto da embalagem. A lamínula para microscopia possui formato quadrado e retangular. Caixa com 10 pacotes de 100 unidades e sachê de sílica para retenção de umidade.

Informações:

Finas placas de vidro, fabricadas em polímeros especiais, resistentes a substâncias químicas.

Espessura: 0,13 mm a 0,17mm.

Modelos com diâmetros diversos.

Formato quadrado e retangular.

Apresentação:

Caixa com 10 pacotes de 100 unidades e sachê de sílica para retenção de umidade.
Lamínulas com tamanho 18x18mm
Lamínulas com tamanho 20x20mm
Lamínulas com tamanho 22x22mm
Lamínulas com tamanho 24x24mm
Lamínulas com tamanho 24x32mm
Lamínulas com tamanho 24x40mm
Lamínulas com tamanho 24x50mm
Lamínulas com tamanho 24x60mm

Os modelos disponíveis tem opções: Lisa, Fosca Circular, Quadrada e Retangular, cada qual indicada para diferentes análises laboratoriais e com espessuras específicas. Confira todos os modelos e escolha a opção que melhor atende às suas necessidades.

 

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